目 录

×FT-200动物跑步机实验简明指导 2

×ZB-200小鼠转棒仪实验简明指导 3

BA-200避暗仪实验简明指导 4

DT-200小鼠跳台仪实验简明指导 5

MT-200水迷宫实验指导 6

RM-200八臂迷宫实验简明指导 9

×CPP-100条件位置偏爱实验简明指导 10

×PH-200双足平衡测痛仪操作简明指导 11

PL-200热刺痛仪实验简明指导 12

×PV-200足趾容积测量仪实验简明指导 13

RB-200智能热板仪实验简明指导 14

SW-200光热尾痛仪实验简明指导 15

×BP-6无创血压测量仪实验简明指导 16

HV-4离体组织器官灌流实验简明指导 18

×GL-2离体心脏灌流系统实验简明指导 19

×PM-200高架十字迷宫实验简明指导 22

ZZ-6小鼠自主活动仪实验简明指导 24

×TS-200悬尾测试仪实验指导 25

HX-300S动物呼吸机快速操作指南 26

注：有“× ”符号标记的指实验室没有配备的仪器设备

FT-200动物跑步机实验简明指导

一、实验原理

FT-200动物跑步机配备有动物跑道，通过后端一个刺激装置来强迫动物持续奔跑，仪器自动记录动物所受电击次数和跑道上的奔跑总时间。可用于疲劳实验、运动协调实验、中枢神经抑制实验、骨骼肌松弛实验研究，观察药物对受试动物运动及协调能力的影响，也可用于大、小鼠抗疲劳实验，评测药物对动物体能的影响。

二、操作步骤

1、实验前一周，在喂食30分钟后，先进行跑步机适应训练；

2、将实验动物（大鼠或小鼠）放入跑步带上，盖上玻璃盖；打开电源开关；设定好“定时时间”、“转速”和“大/小鼠”的工作模式及调节刺激电流旋钮，按下“启/停”按钮，系统自动开始记录；

3、末次给药后30、60分钟，将实验动物放在跑步机上，设置实验参数，按“启/停”按钮进行动物体能测试。

提示：可采用逐渐增加速度与坡度的方法使动物奔跑直至力竭(exhaustion)，参数设置可参考下表(Bedford et al., 1979) 所列。若鼠落入电击区，而经过多次电击仍无法起身往前跑即判定已经力竭，记录开始跑步至力竭的跑步时间。

4、当实验动物在跑步带一头落下时，液晶显示器上对应的该通道将停止计时，同时动物落带次数加1。实验动物会因受电击后离开刺激源，继续在跑步带上活动，此时通道计时继续累加。实验用时到达设定时间后，实验停止。

三、适用动物环境及其他要求

1、成年标准体重的大小鼠为宜，大鼠体重200g左右，小鼠体重20g左右；

2、在通风、安静、相对昏暗的环境下进行实验。

四、实验指标

1、电击次数：动物在实验过程中落带的次数（即为受到电击的次数）

2、奔跑时间：实验过程中动物在跑步带上活动的总时间。

实验动物体能较好者电击次数相对较少，而奔跑时间相对较长。

五、注意事项

跑步机使用一段时间后，跑步带会出现微量的伸长，如果有打滑现象，说明跑步带偏松，请在专业人员指导下用紧固调节螺栓调节。

ZB-200小鼠转棒仪实验简明指导

一、实验原理

动物在旋转的棒上为保持身体平衡不致跌下，需要向转动棒的反方向移动，并保持四肢肌肉协调运动，否则将从棒上落下。有中枢抑制作用和肌肉松弛作用的药物，可缩短动物从棒上落下的时间，此法反映动物的被动活动。

二、操作步骤

1、将6只小鼠分别放在转棒的6个通道上，设置好 “日期”、“转速”、“TRAIN”（训练模式）；

2、转速设置为16r/min，按下“启/停”按钮，仪器开始计时，并匀加速运动到设置到的转速后作匀速转动，选择能在棒上3min而不落下的动物进行实验，此时为筛选适应过程，不记录数据；

3、将已训练的实验动物分组，设置好“转速”、“定时时间”、“TEST0”（顺时针）或“TEST”（逆时针），按下“启/停”按钮，把小鼠放在旋转棒上的同时遮挡一下本通道落棒感应器，系统发出提示音，触发计时，当任意通道的小鼠落棒时，对应的液晶显示器上的通道将停止计时。

4、统计落棒的百分率，并比较对照组和给药组的差异；

三、适用动物、环境及其他要求

1、成年标准体重的小鼠为宜，小鼠体重20g左右；

2、在通风、安静、相对昏暗的环境下进行实验。

四、结果评价

1、根据不同药物的给药方式和吸收速率，选择间隔时间测定实验动物在定时时间内的落棒率；

2、可比较给药组和对照组的差异；

3、可做疲劳实验、骨骼肌松驰实验、中枢神经抑制实验以及其它需用运动方式检测药物作用的实验，如毒性对运动能力的影响，体内某种物质缺乏对运动能力的影响，心脑血管药物对运动能力的影响等等。

五、注意事项

1、动物需要速度从慢到快适应过程。

2、注意筛选动作不协调的动物；

BA-200避暗仪实验简明指导

一、实验原理

BA-200避暗仪利用鼠类的嗜暗习性而设计，以光、电击为联合刺激使实验动物产生由被动回避转为主动回避的条件反射。记录此条件反射建立过程中的主动回避反应指标来反映实验动物的学习、记忆能力的变化。

二、操作步骤

（一）、训练模式:动物学习阶段，经训练后获得记忆

1、打开电源开关，根据实验需求完成实验条件参数的设定（实验时间、刺激电压、实验日期）。

2、拉动门控手柄关闭通道门洞，将小鼠背向洞口放入活动箱明室中。

3、按下“启/停”按键开始实验，并立即打开门洞。这时主机液晶屏显示实验时间开始进行倒计时，同时各通道的潜伏期开始正向计时。

4、当小鼠第一次从明室进入暗室，潜伏期计时停止，小鼠进入暗室后会因受到电击而逃出进入明室，同时液晶屏显示出错次数加1。

5、到达实验设定时间或再次按下“启/停”按键，实验停止（一般情况下训练时间常设置为5min，仪器自动记录此时间段内出错次数可反映动物的学习成绩）。

（二）、测试模式：测试动物的记忆能力

1、经训练24 h或48 h后进行记忆测验，操作步骤同上，记录每只动物进入暗室的潜伏期和5 min内的电击次数，并计算5 min内进入暗室(错误反应)的动物百分率(记忆巩固)。

2、停止训练5 d后可以在不同的时间进行一次或多次记忆消退实验测试(记忆再现)。

三、适用动物、环境等其他要求

1、20-30g小鼠为宜，过小动物探测可能不灵敏。

2、实验最好在安静，昏暗下进行，环境温度为20度左右。

四、实验指标

潜伏期：动物从放入明室按实验开始到进入暗室遭电击的计时时间。

出错次数：实验时间内小鼠从明室进入暗室受到电击的次数。

五、注意事项

1、动物的回避性反应差异较大，如需减少差异或少用动物，可对动物进行预选或按学习成绩好坏档次进行实验。

2、动物的个体差异对电击刺激反应较大，实验时宜先设置相对较低的刺激电压，以免过多电死动物。

DT-200小鼠跳台仪实验简明指导

一、实验原理

DT-200小鼠跳台仪是以电击为刺激，利用动物对电击刺激的逃避反应，使实验动物产生由被动回避转为主动回避的条件反射而设计的。在一个底面可以通电的反射箱内放置一个绝缘的跳台，当动物在训练中受到电击时，可以跳上跳台逃避电击，由此获得记忆，通过测试动物在平台上的潜伏期测试记忆，从而反应出实验动物的学习、记忆能力的变化。

二、操作步骤

1、将动物放入反应箱内适应环境三分钟。

2、打开电源开关，设定实验参数，设定相对较低的刺激电压。

3、训练测试：按下“启/停”开关，系统立即通电。当动物在底部栅栏上受到电击后，其正常反应是跳回平台，以逃避电击。多数动物可能再次或多次跳至铜栅上，当它们再次受到电击后又会迅速跳回平台。训练数次后，动物获得记忆，可以按固定时间的错误次数(number of errors)作为训练时动物的学习成绩。

4、记忆测试：设定好测试时间后，按“启/停”开关，将经过训练后筛选分组的动物依次放入各通道反应箱内的平台上，系统将依次自动触发该通道计时。当某通道动物第一次跳下平台时，该通道计时结束此即为该动物的记忆潜伏期，动物在测试时间内反复上下的次数记录为受到电击的次数即出错次数。

5、24 h或48 h以后，将动物以同样方式再次放置于平台上，按记忆测试模式进行测定动物的记忆巩固情况。

6、停止训练5 d后(包括第5 d)可以在不同的时间进行一次或多次按记忆测试测定动物的记忆消退。

三、适用动物、环境等其他要求

大鼠和小鼠跳台法均较常用，实验在常温下进行即可。

四、实验指标

潜伏期：训练后的实验动物测试时第一次跳下平台所用的时间。

错误次数：为设定时间内动物跳下平台受到电击的次数。

记忆损伤动物由于记忆力下降，表现为潜伏期缩短，同时错误次数增加。而具有益智作用的重要可以改善这种现象，使潜伏期延长，而错误次数减少。

五、注意事项

1、动物的回避性反应差异较大，可对动物进行预筛选或按学习成绩好坏档次进行实验。

2、由于个体差异，实验宜先施加相对较低的刺激电压，以避免电死动物的可能性。

3、实验时间可根据需要自行调整设定。

MT-200水迷宫实验指导

一、实验原理

大小鼠厌恶处于水中的状态，同时游泳对于大小鼠来说十分消耗体力，因此在水中它们会本能的寻找水中的休息场所。寻找休息场所的行为涉及到一个复杂的记忆过程，包括收集与空间定位有关的视觉信息，再对这些信息进行处理、整理、记忆、加固、然后再取出，目的是能成功的航行并且找到隐藏在水中的站台，最终从水中逃脱。Morris水迷宫（Morris water maze, MWM）实验是一种强迫实验动物（大鼠、小鼠）游泳，学习寻找隐藏在水中平台的一种实验，主要用于测试实验动物对空间位置感和方向感（空间定位）的学习记忆能力。

二、实验操作

（一）实验前的准备与设置

1、将圆形反应水箱与固定支架放置在适当位置，将摄象头固定在圆形水箱垂直上方。在水池中注入清水，然后注入适量新鲜牛奶或奶粉，使水池成为不透明的乳白色。

2、将平台置于某一象限中央，且使水面高于平台0.5～2cm（根据实验动物的大小决定），使动物无法凭视觉辨别水中平台的位置。将实验动物（大小鼠）用实验室常见的苦味酸在实验动物的头部和背部涂抹成较大相连的区域作为标记色。

3、将摄像头用视频信号电缆与计算机上的捕捉卡相联接。完成加密狗和软件系统的安装。启动软件，进入软件主界面。

4、调整摄象镜头位置和焦距，使视频显示范围刚好覆盖整个容器水区域。以屏幕上的黑色基准线为准，移动水容器使容器上的标记点与准线相重合。（若屏幕上未出现黑色基准线则可通过选择屏幕右侧的“显示基准”显示）。

5、点击“新建项目”开始新的实验项目， 点击“场景设定”来进行实验场景的设定：按住鼠标左键在左侧标记点按下不放，拖动鼠标沿着左侧标记点到右侧标记点放开鼠标。然后按住鼠标左键在上侧标记点按下不放，拖动鼠标沿着上侧标记点到下侧标记点放开鼠标。则系统自动根据以上标记画出场景

6、场景设置完成后，用户可点击“确定平台”按键进行平台位置和大小的设置。第一次实验时实平台和虚平台的位置和大小是一致的，以后每次实验点击该按键时所确定的为实平台的位置，虚平台自动设为第一次实验时的设置，不用再设定。

7、将有标记色的小鼠放在摄像头下，点击“目标选取”，屏幕上出现了红色色块，如果色块不明显或与实际标记的部分相差太大说明阈值设置不合适或摄像头设置不当。可通过“调节阈值”调节到出现合适形状为止（确保屏幕上只有实验动物标记的地方为红色，这样实验过程中的追踪才准确可靠）。

8、点击“清除屏幕”按钮，恢复到正常显示状态。点击“保存设置”按钮，保存当前合适的颜色配置为默认值。

9、设置系统坐标参数，点击“系统定标”，本系统使用的实验桶已设定了四个标记点，只需移动鼠标到相应标记点，按住鼠标左键拖动鼠标到其对应标记点松开即可，此时系统弹出一个对话框，在其中选择正确的单位即完成本项操作。

完成以上步骤后，即可开始实验。

（二）实验开始：

1、在软件主界面右方中部有“实验设置”面板，其中有“定位航行实验”，“空间搜索实验”，两种实验类型可根据实验需求选择，系统默认为“定位航行实验”。

（1）定位航行实验观察和记录小鼠寻找并爬上平台的路线图及所需时间，即记录其潜伏期和游泳速度，无设定时间限制。

（2）空间搜索实验要求动物在设定时间内能否能够找到平台，用于测量动物对平台空间位置记忆的保持能力。

2、在 “动物编号”选择框中选择本次实验的小鼠编号，然后放入实验动物（小鼠、大鼠），点击“开始实验”进行实验。

3、训练：

（1）每日将动物头朝池壁按东、南、西、北4个入水点分别放入水池，将站台置于某一象限中央，实验过程保持站台位置不变。

（2）每次实验以120s为限，系统自动记录动物从入水点到达站台所需时间以及在这段时间内的游泳路程，以所需时间作为学习和记忆成绩，若设定时间内未找到站台，计算机停止跟踪，记录时间为120s。

（3）训练中若动物在120s内找到站台，让其在站台上停留20s，若动物未找到站台，将其放在站台上使其停留20s。20S后将其从平台上拿下，休息一分钟后再次开始训练。一般正常动物经5～6个训练日可学会以最快最佳的轨迹找到平台的正确位置。

4、测试：

第7日开始可将平台转移到另一象限，记录动物入水后找到迁移后的平台的潜伏期，在原来平台位置所逗留的时间以及动物找到迁徙后的平台的路径。

5、数据的导出：

1）轨迹的导出

当一次或多次实验结束后，点击“数据查看”切换到实验结果显示窗口，此时模式为“图像模式”，窗口中显示的为实验的轨迹图像。窗口正下方有一轨迹选择框，可用鼠标选择需显示的轨迹，此时点击“导出”按钮将窗口中的图像保存为一幅位图(后缀名为.BMP)。可用“画笔”或PHOTOSHOP等图像软件打开进行修正和打印等操作。

2）实验结果的导出

在点击“数据查看”后点击“数据模式”则切换到实验结果数据显示窗口，此时窗口中显示的为本项目中所有实验的结果数据信息。点击“导出”则可将这些信息保存为一个EXCEL文件（扩展名为.CSV）。这个文件可用EXCEL打开进行统计打印。

三、适用动物、环境等其他要求

适用动物：大鼠、小鼠

适用环境：1、实验水温23～25℃，安静的环境下。

2、实验过程中在视频区域内必须没有干扰标记色存在。

四、实验指标

1、潜伏期：动物入水后找到迁移后的平台所用的时间。

2、总路径长度：动物入水后到找到迁移后的平台游泳路径的长度总和。

3、朝向角：动物入水点和动物入水后一秒钟所在位置点两点形成的直线与入水点和平台所在点俩点形成的直线之间的夹角，即为朝向角。

4、平均运动速度：总路径长度与潜伏期的比值。

5、经过虚平台次数：动物在空间搜索过程中经过平台移动前位置的次数。

6、虚平台停留时间：动物在空间搜索过程中停留在平台移动前位置的时间总和。

7、四个象限的时间/路径：软件将圆形水箱划分为四个象限，动物在任一象限所用的时间之和/路径长度之和。

8、内/中/外环的时间/路径长度：软件可将圆形水箱用两个直径依次增大的圆形划分为内、中、外三个区域，动物分别在三个区域中所用的时间之和/运动的路径长度之和。

9、有效区时间/路径：用户可通过软件将平台周围区域划分为有效区，有效区直径一般为平台直径的2倍。

10、6时段中各时段有效率：将整个实验过程分为6段，各个时段中动物呆在有效区内的时间与对应的时段时间的比值即为此时段的有效率。

五、注意事项

1、在训练时，动物需要利用实验室内的固有环境和设施的空间定位作为参照物来综合判断安全位置或途径，所以实验时，实验室内的一切设备的位置（包括仪器、工作台、门窗、灯具、椅子等）以及实验者的位置都需保持相对固定，以减小实验误差。

2、动物上平台后，让其环顾四周20秒时间，让其辨别记忆空间线索。

3、实验结束后注意动物的除湿保暖。

不要把血管固定器浸泡酸性溶液中，放置堵塞气道出口。______________________________________________________________________________________________________

RM-200八臂迷宫实验简明指导

一、实验原理

八臂迷宫广泛应用于测试动物空间探索工作记忆和参考记忆实验。该实验方法基于受试动物耗费最小的努力完成寻找各臂上的食物为前提，记录潜伏期、参考错误（RME）和存取错误（WME）。实验时，记录动物在中央隔离区到有放置食物臂的记忆能力，比如第1，2，4，7号臂放置有食物（食物放置在臂端头的食物槽内不可见），动物能够全部吃完这四臂所需的时间为潜伏期，参考错误次数（Reference Memory Error，RME)指跑到无食物臂的次数，工作记忆错误次数（Work Memory Error，WME）指多次跑到已经吃过的食物臂上。

二、操作步骤

1、开机进入传感器检查界面，正常无异物时传感器不触发，用手去通道臂内试探观察传感器能否正常被触发；

2、将动物放在八臂迷宫的中央区域内，旋转中央区盖子使门洞不对准臂入口，以免动物进臂；

3、打开仪器电源，选择 “设置”，通过上下方向键设定哪些放置食物的臂（即工作臂），黑底数字表示该臂号有食物，设定实验时间等参数；

4、旋转中央区盖子使门洞对准臂入口，按下“启/停”按钮，仪器开始计时；

5、动物进入全部吃完食物臂，实验自动结束，计时时间为潜伏期，同时统计出WME和RME。

三、适用动物、环境及其他要求

1、成年200g左右体重的大鼠为宜，小鼠可能会探测不敏感；

2、在通风、安静、相对昏暗的环境下进行实验。

3、学习和测试实验过程中周围物品等环境尽量保持一致。

四、结果评价

1、潜伏期：指动物开始实验到取完所有食物所花费的时间。

2、工作记忆错误WME：指第二次进入工作臂的次数。

3、参考记忆错误RME：指进入未放置食物的参考臂的次数。

五、注意事项

1、为了避免动物气味循迹效应，应该保证实验后清洁和通风。

2、避免人围观干扰动物实验，学习和测试过程实验平台维持环境条件不变。

CPP-100条件位置偏爱实验简明指导

一、实验原理

CPP实验的基本原理是，将环境刺激与作为条件性强化的某种药物搭配，使动物在环境刺激和药物之间建立联系，形成操作性行为，从而观察动物对搭配环境的偏爱程度来测定所搭配药物的强化效应。CPP可以评价各种具有依赖性的药物，对于一些具有镇静或肌松作用的药物，如安定类，CPP比自身给药实验更有效。本仪器由黑箱，灰箱和白箱三箱和最多可控制6台实验箱的控制器组成，黑箱编号为A，灰箱为B，白箱为C。

二、操作步骤

1、放下黑箱和白箱入口处的门，使黑-灰-白三箱处于隔离状态，把动物放置灰箱内，适应数分钟。

2、打开仪器电源，按下“设置”按键，用左右键选择“EXP SETTING”按“确定”按钮进入参数设置状：

（1） 在MODE项用上下键选择：“AUTO”表示按设定的实验时间TIME倒计时，实验自动停止，“MANUL”表示正向计时，人工控制实验停止。

（2） TIME格式为“时：分：秒”，用上下键设置实验倒计时，DETI格式为“时：分：秒”，表示实验开始后的舒缓期时间（即动物适应时间，默认时间为0），在此计时时间内不记录动物实验结果。

（3） IA：设定动物的初始位置处于哪个箱内，黑箱为A，灰箱为B，白箱为C。

（4） 左右键移动到“Exit”，按“确定”按钮退出设置状态。

3、按下“启/停”按钮，同时向上提旋90度打开黑-灰箱，灰-白箱之间的隔离门；

4、系统按实验设置的时间和方式，自动统计进入各箱的次数和停留时间。

三、适用动物、环境及其他要求

1、体重200-250g成年大鼠；

2、在通风、安静、相对昏暗的环境下进行实验。

四、实验指标

1、AT： 在编号A箱（黑箱）停留的总时间；

2、AE：进入编号A箱（黑箱）的总次数；

3、BT：在编号B箱（灰箱）停留的总时间；

4、BE：进入编号B箱（灰箱）的总次数；

5、CT：在编号C箱（白箱）停留的总时间；

6、CE：进入编号C箱（白箱）的总次数；

五、注意事项

实验前注意设置实验参数，包括动物初始位置IA。

PH-200双足平衡测痛仪操作简明指导

一、实验原理

大鼠单侧后肢受伤后，左右足承载力量即发生变化， PH-200双足平衡测痛仪通过测量动物左右后承载力量即可量化该后肢受伤程度及痛反应状况，可用于动物单侧后肢创伤恢复状况的研究及神经损伤程度或痛反应程度的评估。

二、操作步骤

１、连接仪器连线，打开仪器控制器主机开关，预热15min；

２、仪器自动提示实验前的校准操作，踏板空载调零，然后用500g砝码进行校准；

３、设定实验时间等参数，然后将实验大鼠放入特制鼠固定器中，前肢趴伏于固定器隔板上，头部处于上方黑色笼具中，使其左、右足分别放置在左、右踏板中央，待动物适应环境安静后，按下开始键开始实验，仪器自动记录动物左右后足当前压力值，最大压力值以及测定时间内的平均压力值；

4、若观察一定时间内动物的损伤状况可每天在同一时刻对动物进行测量，记录其压力分布值；

5、也可通过数据连线将主机连接至BL-420生物信号采集系统，便动态地观察左右足压力波形变化状况。

三、适用动物、环境及其他要求

1、本实验适合在安静的情况下进行；

2、鼠笼适用于200g～３00g的成年大鼠；个体太小，易在其中翻转，难以安静，达到实验要求。

四、实验指标

1、当前压力值：动物单侧后肢在测定时间内的实时动态显示的当前压力；

2、最大压力值：动物单侧后肢在测定时间内的最大压力，测定时间结束后屏幕自动显示；

3、平均压力值：动物单侧后肢在测定时间内的平均压力，测定时间结束后屏幕自动显示。

与其他评价诱发痛的方法不同，该方法可用于动物自发痛的评价，适用于动物造模后损伤恢复情况的研究以及筛选有效治疗药物。

五、注意事项

1、实验时注意保证动物左右足分别踩踏在各自的踏板上；

2、注意保护踏板免受外力冲击，以免损坏传感器。

PL-200热刺痛仪实验简明指导

一、实验原理

利用一定强度的温热刺激动物躯体某一部分，从而产生疼痛反应，以刺激开始至出现反应的潜伏期作为测痛指标评价药物疼痛能力，适用于筛选作用较强的镇痛药物。PL-200热刺痛仪采用高聚光灯产生可变强度的辐射光束，经过红外滤光镜聚焦照射大小鼠后肢足底中心处皮肤，以大小鼠迅速抬起后肢作为疼痛反应指标，给药前、后痛阈值的变化来测定药物的效应。

二、操作步骤

1、预热：打开主机电源，按“开始”键点亮刺激光源，预热３０秒，按下“设置”按钮设置实验参数，例如组别、实验停止时间，光照强度等。

2、选择体重200g左右的大鼠或体重20g左右的小鼠，分别放入实验平台上的鼠盒内，待动物适应保持安静后开始实验。

3、移动平台下方的热辐射刺激筒至大小鼠后足部位，使光源发射中心正对动物足底，按下刺激筒上的开始按钮，仪器开始计时，并发射出红外光刺激动物后足部位，动物受刺激抬起或移动后足，仪器自动感应此动作立即停止计时，实验结束。

4、自照射开始至迅速抬起后肢的潜伏期时间（s）作为该鼠的痛阈值。一般连测2次，取其平均值作为基础痛阈（对照潜伏期）。

三、适用动物、环境及其他要求

本实验适宜在安静、相对昏暗的环境下工作；

四、实验参数及评价

1、以刺激开始至出现反应的潜伏期（痛阈）作为测痛指标，给药前、后痛阈值的变化来测定药物的效应。

2、本法可使动物在非约束状态下进行痛觉测定，可以排除应激影响，操作方便、反应灵敏、重复性好，是优于热板、甩尾等约束动物的测痛阈仪器。

五、注意事项

１、须在动物安静状态下开始实验，大鼠安静时间一般为２min，小鼠一般要５～１０min。

２、实验时注意对准动物后足底部中心区域；

３、照射强度的调节使得实验结果应该一般为１０秒为宜；

４、不要在短时间内重复照射同一只动物的同一部位；

5、设定恰当的照射停止时间，到设定时间后仪器自动停止照射可防止对痛觉不敏感动物足底造成损伤。

PV-200足趾容积测量仪实验简明指导

一、实验原理

用一定剂量的致炎剂，注入大小鼠后肢足趾或踝部皮下，造成足趾和关节肿胀，通过测量鼠类足趾致炎肿胀后消肿过程中的体积改变以及比较给药组和对照组足趾或踝关节肿胀抑制率来评价抗炎药物疗效。本仪器亦可用于抗炎类药物的药理研究以及药物产生致炎副作用的检测。

二、操作步骤

1、预热接通仪器相关设备连线，打开开关进行预热仪器5分钟；

2、实验前，请将测量烧杯装满130ml左右清水，并放在工作面上，盖上保护盖。

3、设置实验参数，根据液晶屏提示踩下脚踏开关或按下清零键，完成清零操作。

4、用记号笔在大小鼠后肢踝关节周围作上记号，测量时拉直放入量杯，使记号线与与量杯水位线相平，稳定后等仪器发出“滴滴”提示音后，踩下脚踏开关或按测量按钮得出结果。

三、适用动物、环境及其他要求

1、用体重120~150g的健康大鼠或18~25g的健康小鼠对致炎剂最敏感，肿胀度高，差异性小。

2、动物后足碰到量杯中的凉水会缩足影响实验，采用温水可便于测量操作。

四、实验参数及评价

1、观察给药前后各鼠踝关节容积（即肿胀度）的变化，并比较给药组与对照组肿胀度的差异按下列公式计算肿胀百分率和肿胀抑制百分率。

肿胀率（%）=（致炎后足趾容积—致炎前足趾容积）/致炎前足趾容积 *100%

抑制率（%）=（对照组平均肿胀度—给药组平均肿胀度）/对照组平均肿胀度*100%

2、足趾容积：测量结果采用ml为单位。

五、注意事项

1、测量时量杯的上方应盖上保护盖，同时避免风扇等直接吹压量杯，导致无法测量；

2、测量时动物足趾注意不要碰触量杯杯壁，以免测量不准。

3、由同一人观察，多次测量取平均值为宜。

RB-200智能热板仪实验简明指导

一、实验原理

利用一定强度的温热刺激动物躯体某一部分，从而产生疼痛反应，以刺激开始至出现反应的时间为潜伏期作为测痛指标评价药物抗疼痛能力，适用于筛选作用较强的镇痛药物。热刺激强度在45～55℃，在这一范围内动物可产生明显的痛反应，又不致造成皮肤灼伤，此为热刺激法。RB-200热板仪就是利用上述原理，将大小鼠放到预先加热到55°C左右的金属板上，以舔后足作为疼痛反应指标，测定潜伏期，观察给药前、后痛阈值的变化。

二、操作步骤

1、开启电源设置日期、温度等参数，系统默认温度为55℃，可以通过“<”“>”调节目标温度。

2、在热板实际温度没有达到目标温度之前，系统处于加热状态，这时不能做实验，实际温度达到目标设定温度后，系统“恒温指示灯”点亮，表示可以正常实验了。

3、将待测动物放在预热好的金属板上，在放入动物的同时，踩下脚踏开关或按下“启/停”按钮，系统自动开始计时，等观察到动物添后足后，再次踩下脚踏开关或按下“启/停”按钮，计时结束，所得时间即为潜伏期。

4、同只动物两次实验间隔≥5min，测2~3次取其均值计算潜伏期。

三、适用动物、环境等其他要求

1、实验前应筛选动物，一般将反应潜伏期小于5s或大于30s的动物筛除。

2、雄性鼠可能因为阴囊下降而受刺激，故本实验宜用雌性鼠。

3、室温对实验有影响，过低动物反应迟钝，过高则敏感，易引起跳跃。室温13~18℃范围内动物波动较小。

四．实验参数及评价

1、不同个体对热板刺激反应有不同表现，多数舔足，故常采用舔足为痛反应指标，有些动物反应易跳跃而不舔足，还有的老鼠只在热板上快速走动而不出现舔足反应.舔足反应为一保护反应，而跳跃为逃避反应。故实验中只宜取其一为指标，将其他反应鼠剔除。

2、以刺激开始至出现反应的潜伏期（痛阈）作为测痛指标评价药物疼痛能力。

3、为防止足部烫伤，若痛阈值超过60s，即停止测试而按60s计。

4、本方法简便易行，痛感指标明确，对组织损伤最小，动物可反复利用，故为目前最常用的方法之一，但对作用较弱的镇痛药不太敏感。

SW-200光热尾痛仪实验简明指导

一、实验原理

用小型聚光灯产生一定强度的红外光束，通过透镜聚焦照射大鼠或小鼠的尾巴来致痛，从而产生疼痛反应，以刺激开始至出现甩尾反应的时间作为潜伏期测痛指标，以给药前、后痛阈值的变化来测定药物的效应，评价药物疼痛能力，适用于筛选作用较强的镇痛药物。

二、操作步骤

1、打开电源开关，按下设置键系统进入参数设置界面，根据实验要求设定日期、光照强度、照射停止时间等实验参数项；

２、将准备实验的老鼠装入合适的固定筒内；尾部暴露于外，实验前先用75%乙醇擦净鼠尾，墨汁涂于尾部的下1/3处作为光刺激点的标志，实验时使光刺激点标志正对光照辐射处，稍待动物安静后即可进行实验；

３、动物处于安静状态时，将鼠尾光刺激点标志移至正对光照辐射处。按下“开始”键开始实验，此时辐射灯被点亮，透过红外玻璃发热，实验计时开始；当鼠尾被光热刺痛时，实验动物会迅速甩动尾巴，仪器自动侦测到该动作，实验计时自动停止，记录保存于系统中。

三、适用动物、环境等其他要求

1、大鼠体重200g左右，小鼠体重20g左右，装入特制的固定筒内；

2、一般选择5s左右引起甩尾的动物供实验用，少于3s或大于10s，表示动物反应过于灵敏或迟钝，舍弃不用；

3、室温的影响：由于鼠尾表面积很大，易于散热，改变室温可使尾温发生相应变化，随着室温的升高，甩尾阈值降低。实验时，最好将室温维持在20℃左右，并且每日同一时间进行。

四、实验参数评价

1、实验时，仪器自动计时，从照射开始到甩尾反应的潜伏期（tail flick latency,TEL）作为痛阈。刺激强度的确定一般选用TEL为5秒左右的为宜。

2、评定药物镇痛强度：将给药前、后的痛阈变化按下列公式计算反应抑制百分率，以评定药物的镇痛效应。痛阈提高率=（给药后TEL-基础TEL）/基础TEL *100%

五、注意事项

1、测痛部位，通常选用鼠尾下1/3处，但反复连续测定时，应将测痛部位稍加移动，防止局部烫伤影响测定效果，注意排除明显的动物自主甩尾行为。

２、避免动物在固定筒内自由旋转，鼠尾照射位置改变会得出较大差异的结果。

BP-6无创血压测量仪实验简明指导

一、实验原理

BP-6 动物无创血压测试系统采用尾袖法测量动物的血压，测量原理与人体手臂血压测量方法相似。即通过对动物肢体或尾部加压，阻断其血压，以不能记录肢体或尾部脉搏为准；然后逐渐减压，当尾部重新出现脉搏波时（即内外压相等时），获得动物的收缩压；继续减压，直至脉搏波逐渐增至最大，得到动物的舒张压。

二、操作步骤

1、使用专门的连接线连接加热箱控制面板上的脉搏传感器输出口与动物无创血压采集系统 8 道系统，具体的连接方法为：

BP-6 无创动物血压测试箱面板上的压力输出接口通过连接线接到 BP-6 无创动物血压采集处理系统的 CH1通道； BP-6 无创动物血压测试箱面板上的 CH1～CH6 分别通过连接线依次连接到 BP-6 无创动物血压采集处理系统的 CH2～CH7；

2、将光电脉搏探测器上的传感器接头插到对应机箱内的连接器接头上；

3、将动物血压测量系统通过USB连接线连接到电脑上；打开 TM_WAVE 软件，进入软件界面。

4、打开加热箱电源开关，系统开始进行加热，默认温度为36°C，并按动加热箱控制面板上的按键（名称已标注）设定实验所需的加热温度，实验时间等实验参数；

5、将大鼠装入鼠笼，整体放入加热箱内，然后将大鼠鼠尾穿过光电脉搏探测器的阻断端，从另一端串出。即使光电传感器阻断进气口靠近大鼠尾根部；

6、从实验项目菜单中选择“无创血压测量”命令；选择工具条上的“启动实验”按钮，软件界面中即有脉搏波波形出现。

7、待大鼠的脉搏波波形稳定后，按下加热箱控制面板上的“启/停“按键，系统开始按照设

定参数对大鼠尾部进行加压阻断，调节放气速度，得到最佳的脉搏波波形。

8、到达设定时间系统自动停止运行或者再按“启/停”按键停止实验，将波形保存以供分析。

三、适用动物、环境等其他要求

适用于大鼠；实验进行在安静，常温的条件下即可。

四、实验指标评价

1、设定压力： 用于设定自动充气气压，当系统自动充气到该气压时将停止充气，做短暂的保气后开始放气。

2、时间：间隔时间：系统每次加气的时间间隔。

工作时间：系统自动充气工作时间。

已用时间：自动充气功能已经工作的时间。

保气时间：自动充气后气压保持时间的长短。

3、温度：设定加热箱内的温度。

五、注意事项

1、 从没做过实验的大鼠应该先进行训练。训练方法：将 BP-6无创动物血压测试箱的温度设定到36℃，将大鼠装入鼠笼放入箱内，让其适应实验环境。对个别特别不能适应环境的大鼠（主要表现为应激反应太厉害，始终不安静）进行剔除。

2、 在默认温度 36℃时，大鼠一般预热 10分钟就可以出较好的脉搏波形；如果使用更低的温度（如 32℃）需要适当的延长预热时间。

3、 为了能够缩短加热时间，在实验过程中尽量减少打开实验箱门次数。

4、 如果实验的大鼠少于 6 只，在自动充气时请用硅胶管打一个结将不用的通道的充气口阻塞。

HV-4离体组织器官灌流实验简明指导

一、实验原理

本仪器适合血管或组织平滑肌离体后，在药物作用下血管张力活性的定量测量，基本原理是把血管或组织平滑肌固定在一端和张力传感器相连的装置上，在组织浸泡的营养液中通加氧气和保温功能使其保持活性，同时调节组织固定装置施加需要的前负荷，添加药物后观察张力的变化。

二、操作步骤

1、连接仪器：张力传感器（血管张力易选择10g以内小量程）连接到生物信号采集系统，设定好信号类型，采样频率1Hz。

2、挂接血管：用设备提供的一对不锈钢三角形和待挂血管放置到培养皿中，打开一个三角形的锁扣，轻轻穿过血管，关闭锁扣；打开另一个三角形的锁扣，与锁扣相对穿过血管，关闭锁扣，仔细理平三角形，使力量平衡（如右图所示）。

3、固定血管和张力传感器：用连接传感器的不锈钢丝固定环套入固定好血管的三角形上端轻轻提起，一端挂在固定棒尾端，另一端挂在张力传感器上，调整绷紧不脱开。

4、轻轻调节螺旋千分尺旋钮，施加前负荷，观察生物信号采集仪信号变化情况。

三、适用动物、环境及其他要求

1、标配的三角形钢丝适合血管粗细大于0.6mm。

2、在室温10度以上的环境下进行实验。

四、注意事项

1、穿血管时防止刺破血管壁，保持血管和三角形的力量平衡。

2、不要把血管固定器浸泡酸性溶液中，放置堵塞气道出口。

GL-2离体心脏灌流系统实验简明指导

一、实验原理

离体Langendorff心脏灌流原理：心脏从动物体内摘出后，用灌流液营养心脏，可维持其节律性活动。离体心脏可排除神经及体液因素的影响，利用其观察某些化学物质或离子浓度的改变对心脏的作用。从主动脉逆行插管灌注，灌流液经冠状动脉开口处进入冠脉，然后回到右心房，经腔静脉口和肺动脉口流出，单位时间内的流出量即代表冠脉流量。在灌注压恒定不变的条件，可研究药物对冠脉流量的影响，心脏的收缩、舒张活动可通过压力换能器进行记录。

工作心脏实验原理：灌流液从左心耳流入左心室，左心室收缩克服主动脉阻力将心室内液体射入模拟主动脉管道，使心脏在生理状态下进行灌流实验。在此装置中，左心室充盈压（前负荷）及主动脉柱高（后负荷）可以保持恒定或更改，可观察药物对心肌收缩性能的影响。

二、操作步骤

1、实验前准备：主要包括灌流液的充氧、温度和压力的调整。

2、连接恒温水循环通路：将GL-2灌流溢流瓶的恒温水出口连接至恒温水浴的回水口，恒温浴槽的恒温水入口连接至恒温水浴的出水口，其余恒温水路连接通过串联方式连接；根据室温及出、入水管的长短调整超级恒温水浴的水温，使心脏灌流液的温度应在37℃左右。

3、连接氧气通路：通过硅胶管连接分别将储液瓶和氧合溢流瓶的氧气输入端接入氧气瓶，（根据实验的需要选择95%O2 + 5%CO2的混合气体），打开氧气瓶的开关，然后调节氧气流速使灌流液充分充氧，储液瓶中氧气流速约1.5L/min，实验前预充10min使灌流液处于氧饱和状态，且排除灌流液管道内的气泡，灌流管道内不能有空气，防止形成冠脉内空气栓塞。

4、Langendorff灌注压及工作心脏前负荷、后负荷的调整：若进行离体心脏Langendoff灌流实验可通过调整Langendorff支路的氧合溢流瓶（上端氧合溢流瓶）高度来调节Langendorff灌注压大小；溢流瓶的高度一般应距心脏70~90cm，可按心脏大小进行适当调整，豚鼠和大鼠的给药前冠脉流量5~8ml/min为宜；

若进行离体工作心脏实验可通过调整前负荷溢流瓶（下端氧合溢流瓶）的高度来调节前负荷（一般为10~20cm）的大小，调整流量计量管的高度则可调节后负荷的大小。

5、摘取心脏：离体心脏灌流装置及K-H液准备妥当后，取大鼠或豚鼠击昏头部，迅速开胸暴露心脏，剪破心包膜，轻轻拿住心脏，剪断上下腔静脉、肺动脉、主动脉（保留0.5~1cm左右备插管用）及心脏周围组织，迅速将心脏连同一段主动脉取出。

6、标本制备：心脏摘出后，立即放入预先备好的用氧饱和的冷K-H液（约4℃）的小玻璃皿中，用手指轻轻挤压心脏，以利于心室内剩余血液的排出，防止凝血块形成。

7、心脏主动脉插管：用镊子轻轻将心脏主动脉套入主动脉插管中，避免插入过深损伤主动脉瓣和堵塞冠状动脉口，用手术棉线将主动脉和套管一起扎紧（注意扎线处需处于动脉分支下方）确保灌流液不会溢漏，用手将扎线处轻轻下拉，使之滑落至套管末端并防止脱落。

8、心脏langendorff逆向灌注：打开主动脉插管处的调液阀及三通开关，使灌注液通过主动脉进入冠状动脉口经冠状循环从冠状静脉窦流出，通过冠状动脉循环给心脏提供氧气和营养，心脏顷刻便恢复起跳，调节恒温浴槽高度，使心脏处于浴槽内腔中央为心脏保温。

9、相关指标测定：稳定20~30min后，在恒温浴槽排液口下端放一容量杯记录单位时间的流出量换算即可得出冠脉流量（CBF），连续测定三次；通过左心房插入细导管至左心室，通过压力换能器接入BL-420生物信号采集系统记录左室内压（LVP）以及左室舒张末期压力（LVEDP）并可计算出心率。

10、稳定后，先记录正常心脏的LVP曲线和冠脉流量（ml/min）作为对照；然后转换三通开关在加药口处注射一定药物浓度的灌流液，观察相关指标的变化。

11、左心室插管：在心脏进行Langendoff逆行灌注恢复起跳以后，调整主动脉插管和肺静脉插管的距离，将心脏肺静脉轻轻套入肺静脉插管中插入左心房，用手术棉线将肺静脉和插管一起扎紧确保心脏射血时不会溢漏。

12、离体工作心脏灌流：关闭主动脉插管处的调液阀停止langendorff逆行灌注，转换工作心脏支路的三通活塞使预热后的灌流液进入前负荷溢流瓶进行顺向灌流，灌流液经过肺静脉插管进入标本心脏左心室，恢复跳动的心脏通过心室收缩将左心室内的充盈液通过主动脉插管射出，经过主动脉缓冲器进入流量计量管。

13、相关指标测定：心脏于工作状态持续灌流10~20min后，测定以下指标，左室内压（LVP）和用流量计量管测定主动脉流量（ABF），然后进行加药测定加药后指标的变化。

三、适用动物、环境及其他要求

1、实验动物一般为大鼠或豚鼠，也可选用兔、猫的离体心脏，应麻醉后取心脏标本；

2、灌流液要充分充氧；

3、灌流温度要严格维持恒定，应根据输出灌注液温度调节恒温循环水浴的设定温度，当输出口处灌流液达37℃后，再开始准备取心脏；

四、结果评价

1、langendorff逆向灌注时，排除了在体状态下神经和体液因素的影响，直接观察药物对心脏功能和冠脉流量的影响，是筛选研究作用于心血管药物的常用方法之一；

2、工作心脏实验时，排除了在体状况下神经和体液因素的影响，而且可以固定负荷状态，观察药物对左室内压和心输出量的影响；

2、标本稳定性好，各项心功能指标均能稳定1h以上，基本能满足生理和药理实验的时间要求；

五、注意事项

1、摘取心脏时动作要迅速、仔细、准确，主动脉最好横断，且保留一定长度。

2、向主动脉插入心脏套管时，不可过深，以防损伤主动脉瓣及堵塞冠状动脉入口。

3、灌流液要保证有足够的氧气和恒定的灌流压力与温度。

4、左心房插管及室内压导管均应尽可能短，前者旨在防止室温影响入心液体的温度，后者是为了减少导管内液体的阻力惯性效应，防止波形失真。

5、手术操作完成后，要判断主动脉瓣和二尖瓣的功能是否正常。若作逆灌时，心脏明显呈球形，手指挤压后一旦松开，立即恢复球形，说明主动脉瓣返流，应放弃重做实验。

PM-200高架十字迷宫实验简明指导

一、实验原理

高架十字迷宫是利用动物对新异环境的探究特性和对高悬敞开的恐惧形成矛盾冲突行为来考察动物的焦虑状态。高架十字迷宫具有一对开臂和一对闭臂，啮齿类动物由于嗜暗性会倾向于在闭臂中活动，但出于好奇心和探究性又会在开臂中活动，十字迷宫距离地面较高，相当于人站在峭壁上，使实验对象产生恐惧和不安心理，在面对新奇刺激时, 动物同时产生探究的冲动与恐惧，这就造成了探究与回避的冲突行为，从而产生焦虑心理。而抗焦虑药物能明显增加进入开臂的次数与时间。

二、操作步骤

1、实验前5~7天每天抚摸动物以减少无关刺激的影响；

2、实验时先将大小鼠置于一敞箱中活动5min，然后放入迷宫开始实验；

3、实验前参数设置：包括颜色调节和位置校正，调整摄象镜头位置和焦距，使视频显示范围刚好覆盖整个十字迷宫区域;

4、实验方式选择，新建项目还是打开项目，点击“新建项目”可设置项目的各项数据，如项目名称、实验时间、实验动物数、大/小鼠迷宫等；

5、进行场景设定，以区分实验时的场景区域，标记出每一个拐角点，确保被正确包围；点击“添加区域”，定义出四个臂的区域；点击“系统定标”，正确选择类型、长度和单位；

6、将大/小鼠放在迷宫中，点击“目标选取”，屏幕上出现红色色块，调节上下阈值到出现合适形状为止，避免错误跟踪；

7、选择本次实验的动物编号，将大鼠置于中央开阔地，头朝闭臂，点击开始实验，系统自动跟踪轨迹并计算相关数据；

8、5min后，实验完成，点击“停止试验”，实验停止；系统自动统计实验结果，点击“数据模式”可查看实验数据。

三、适用动物、环境及其他要求

1、实验时用体重200～250g的大鼠或体重20～25g的小鼠；

2、实验宜在无外界强光、噪声干扰的环境下进行，实验室内光线昏暗（以1.5 m距离处能区分大鼠细微活动的最低亮度为准）并保持恒亮。

四、结果评价

1、实验数据包括观察时间，在四个臂和中央区域的停留时间/路径长度，总时间和总路径长度，进臂次数，进臂最大深度，进臂平均深度，平均运动速度，进入开臂/闭臂次数百分比，休息时间等；其中开臂探头次数和闭臂站立次数由实验过程中手动点击计数。

2、计算5min内大小鼠进入开臂的次数和时间分别占总次数（两臂次数之和）和总时间（在两臂滞留时间之和）的百分比；进入开放臂和封闭臂的总次数（OE+CE）：表示大鼠的运动活力（locomotor activity）；② 进入开放臂次数比例（OE%）：即OE/（OE+CE）×100%。③ 开放臂停留时间比例（OT%）：即OT/（OT+CT）×100%。

3、抗焦虑剂增加大小鼠进入开臂次数的百分比，但不改变入臂总次数和总时间（二者代表动物的兴奋或抑制状态）；致焦虑剂在不影响总次数和总时间的剂量使这两指标减少，开放臂和封闭臂总进入次数反映动物总的运动能力。

4、开放臂和中央平台区点头次数则反映了在非保护区内的探索行为，代表动物对陌生环境的好奇探究或因惊恐而寻求逃避，与焦虑程度有一定相关性；封闭臂站立次数值也可用来观察药物有无镇静作用及镇静强度。

5、本实验虽比较费时，但评价抗焦虑药活性结果可靠。

五、注意事项

1、实验时先将实验用鼠置于一敞箱中活动5min后，然后放入迷宫开始实验，这样可提高实验动物入臂总次数，避免大/小鼠躲在闭臂。

2、场景设定是确保实验顺利进行的重要条件，应确保十字迷宫被场景正确包围。

ZZ-6小鼠自主活动仪实验简明指导

一、实验原理

中枢镇静安定作用的研究，主要以行为测量为主，行为测定是在整体动物自由活动或清醒状态下进行的。自主活动多用大、小鼠测定，它们的自主活动可分为两种类型：一是移动活动（前进、后退、旋转）；二是原地活动（站立、洁身、嗅）等，自主活动反映动物的中枢兴奋、抑制状态，探究水平和情绪状态。

二、操作步骤

1、实验前，应选取健康活泼的小鼠；

2、小鼠分组，每一剂量组需10~20只，同时设立正常对照；

3、连上电源，注意接地，打开自主活动测试仪电源开关；

4、设置参数：包括日期和设定实验测试时间，定时时间一般为5min~10min；

5、可同时将6只小鼠放入反应箱每格一只，盖好上盖，待动物先适应3min；

6、按启动键，测量开始，反应箱中小鼠有活动或站立时，将实时显示数据的变化,小鼠站立时将不改变活动次数，到达设定时间时，测量结束。

三、适用动物、环境及其他要求

1、动物选择应注意种属、性别、体重、健康状况的选择保持条件一致；

2、应选择健康活泼的小鼠，健康状况不佳的动物活动偏少，不利于对镇静作用的观察；

3、观察动物活动的实验环境要求相对安静；室内恒温、恒湿，实验者尽可能少走动，以免惊扰动物，影响对行为活动的观察。

四、结果评价

1、检测小鼠自主活动，可用于新药、一般药理、神经系统的研究和中枢兴奋性、抑制性研究。

2、中枢兴奋药可以明显增加一定时间内动物自主活动的次数，镇静安定药对动物的自主活动有明显抑制作用；

3、采用自动化检测系统，避免了人工计数引入的主观误差和对实验动物的干扰，增加了实验结果的真实性和精确性。

五、注意事项

1、昼夜节律：生命体的生理、生化和行为都有昼夜节律变化，一般来说大鼠和小鼠的活动在10：00以前和16：00以后要比12：00左右要多，故同一实验应在1日内相对固定时间内进行。

2、如果药物行为效应受集体性激素的影响比较大，可尽量用雄性动物做实验。

3、捉拿小鼠宜轻，放入活动箱内先适应3min后再正式测定。

4、给药后根据药物作用的快慢和维持时间，调整观察记录时间。

TS-200悬尾测试仪实验指导

一、实验原理

悬尾实验法是一种经典而又能快速评价抗抑郁药物、兴奋药物、镇静药物药效的方法。其原理是利用小鼠悬尾后企图逃脱但又无法逃脱，从而放弃挣扎，进入特有的抑郁不动状态。抗抑郁药物、兴奋药物能明显地缩短不动时间，而镇静安定药可使不动时间延长。

二、适用动物及环境

适用动物： 小鼠。

适用环境：安静、常温的环境即可。

三、实验步骤

1、连接摄像头USB数据线，安装加密狗和软件。启动软件进入操作界面。

2、将摄像头安置到摄像架上，调整距离使实验平台视野充盈整个屏幕（一般摄像头至电脑轴中心距离大约80公分），测试窗口亮度、对比度等参数 。

3、采用透明胶带将小鼠尾巴沿附着固定杆方向进行粘贴固定，然后将固定磁铁头吸附于小鼠活动箱通道顶部，小鼠将倒置悬挂在活动箱空间内。

4、在软件界面的图像观察区把动物分别显示在六个通道上，可以通过鼠标左键的对每个观察窗上下左右的拖动来框住动物。调节跟踪框，使悬尾架上的小鼠全部框入。

5、先让小鼠适应悬吊状态1分钟，调节感应框位置，调节活动阈值。

6、点击软件界面参数设置区中的“开始实验”开始测试，仪器即自行监视记录结果。用户可以通过监测窗口观察动物活动的幅度。

7、当运行至设定时间时，程序将自动停止监视记录，所得结果将在实验结果栏中依次显示，如果用户未曾设置实验时间则需点击软件界面参数设置区中的“停止实验”，让实验停止。

8、实验数据的导出：

点击“EXCEL分析”按钮，可将当前实验记录显示区的实验记录列表的内容导入到“Excel”中去（需预先安装EXCEL）。点击“导入SPSS”按钮，弹出倒入选择对话框，选择将要导入的列，按下确定按钮，可将当前实验记录显示区的实验记录列表的内容导入到“SPSS”中去（需预先安装EXCEL和SPSS）。

四、实验参数及指标

降噪参数：调节降噪参数可以让彩色图象滤除一些细微的杂质。

活动域值：调节动物在观察窗口的活动值大小；

设定时间：当设定时间框内填入所设时间后，按实验开始项，实验运行并到达设定时间实验自动停止；

进行时间：如果不设时间，按实验开始项，实验开始计时，实验无限运行，直到按下实验停止项，实验停止。

活动时间：实验进行过程中动物躁动挣扎的时间总和。

静止时间：实验进行过程中动物抑郁静止的时间总和。

五、注意事项

1、确保悬挂小鼠的地方周围没有可攀抓的地方。

2、连接计算机与仪器前应保证仪器断电，不得进行带电连接。

HX-300S动物呼吸机快速操作指南

【基本原理】

HX-300S动物呼吸机采用定容型正式呼吸，以电机为动力，由驱动电路控制，有节律地输出气流，经吸气管进入动物肺内，使肺扩张以达到气体交换的目的。与人用呼吸机类似，该动物呼吸机可以给 出不超出肺部压力的正确的潮气量。

【适用范围】

1、 适用动物：，小白鼠、大白鼠、家兔、犬

2、 应用范围：

1) 用于呼吸抑制方面的实验研究；

2) 用于需手术开胸条件下的动物实验；

【操作流程】

1、 仪器准备

主机平置，接上电源，然后将出气及呼气橡胶管通过接口转接头分别接入仪器主机的潮气输出口及呼气口，根据实验动物按图1所示将相应管路连接备用。

呼吸机

图1 动物实验管路连接简明示意图

说明：根据实验动物不同，相应管路配置略有不同，大小鼠体型较小相应管路较细软，由于动物气管口径细小，三通连接后需转接一根与大小鼠气管管路口径相适配的气管插管（该插管可采用PVC管人工拉制而成）；家兔和犬体型较大所配置气路橡胶管也相应略粗，且三通连接口基本与相应动物气管口径相同，因此可直接插入动物气管。

2、设置仪器参数

首先根据实验动物选择参考按键，仪器自动显示实验动物的参考实验参数（包括参考实验动物所需的潮气量、呼吸频率、呼吸时比），确认后按启/停按键仪器即开始运行；也可根据实际情况自行调节修正各项参数，步骤如下：

潮气量调节： 用数字旋转编码器将潮气量、呼吸频率调整到所需位置。顺时针旋转旋钮增大潮气量，逆时针旋转旋钮减小潮气量。每旋转一格，数字增大或减小0.1/1，此为微调操作。如果需要大范围粗调，可以用手轻轻向内按下旋钮同时旋转，此时每旋转一格，数字将在微调精度的基础上10倍量扩增或递减。

呼吸时比调节：通过数字按键将呼吸时比量调整到所需比率。按下吸呼时比下面相应的按钮即可单独对吸呼比例进行调节，每按下一次相应按钮，其值增加1，吸和呼的可调范围均在1~5之间，当某个数值增加到5后，再按下相应按钮则其值变回1，如此周而复始。所以，吸呼比可以设定为1~5之间的任意比例关系。比如，我们想将吸呼比设置为1.25:1，即5:4，那么将吸的值设为5，呼的值设为4，即吸呼比为1.25:1。

注意：潮气量、呼吸时比和呼吸频率三者之间会相互制约，比如，当呼吸时比为1:1，潮气量为300ml时，呼吸频率的上限只能达到33次/分。

3、 手术操作

1）动物准备：将待测实验动物麻醉后，固定。备皮，颈部开口分离出气管；

2）气管插管：用手术剪在气管上做一倒T形开口，将气管插管通过T形开口插入动物气管。（注：T形开口要尽量靠近头部，预留出足够长的插管空间；插管时，避免插入过深，防止损害动物气管及肺部。

3）确认实验参数：

按启动键即开始作机控呼吸。

当动物进行机控呼吸时，应及时注意观察所选的参数对动物是否适用，在一般情况下，主要是潮气量和呼吸频率的选择是否恰当，如发现不适，应及时修正。

附：实验动物参数设置参考

注：除动物体重外还有一些其他影响因素，橡胶管路过长会增大呼吸无效腔影响潮气量的设定，动物麻醉的深度不同呼吸频率也会有所不同，建议实验时参考上述参数设置范围，根据实际动物的机能状态来调整参数设置以达到理想实验条件。